Association des Naturalistes et Entomologistes de France
RAPPORT DE MISSION
INVENTAIRE DE LA FAUNE COLEOPTERIQUE DE LA REGION DU COL DE POMMEROL
Mission effectuée du 8 juin au 20 juin 2017
Par Michel GYMENT
I - ANALYSE GENERALE
Les gorges de Pommerol passent pour l’une des merveilles du Dauphiné (Wikipedia dixit). C’est en outre une région de grand intérêt naturaliste, non seulement parce que les vautours y ont été réintroduits récemment, mais surtout parce que les activités agricoles y sont des plus limitées et que l’industrie y est totalement absente. D’où la certitude que la faune locale ne souffre pas de pollution chimique.
La mission était centrée sur le « col » de Pommerol, mais un col cela ne fait que quelques mètres de long. La première chose à faire en arrivant était de reconnaître les lieux et de décider d’une zone raisonnablement étendue pour procéder à un inventaire significatif : en raison de l’étroitesse de la route, très peu bordée de terrain et qui la plupart du temps comporte un à pic impraticable d’un côté et un aplomb impraticable de l’autre, j’ai retenu tout la route du col, entre La Charce (altitude 584 m) et Rosans (altitude 700 m). Au col même s’ouvrent plusieurs sentiers : ceux-ci ont été abondamment mis à contribution.
Le col lui-même se situe à une altitude de 1072 m. Le trajet retenu fait franchir la frontière entre deux départements, la Drôme et les Hautes-Alpes.
La méthode utilisée a combiné la chasse à vue, la chasse aux pièges aériens, l’utilisation de pièges au sol (pièges Barber), le fauchage au filet-fauchoir et le battage sur nappe japonaise. La chasse à vue et la pose de nombreux pièges aériens ont donné un très bon rendement. Les autres procédés se sont montrés moins productifs.
J’avais également amené un endoscope, pour examiner le contenu des cavités des arbres : malheureusement, je n’ai pas trouvé de cavité dans les nombreux arbres examinés de ce point de vue.
La mission s’est déroulée dans des conditions véritablement caniculaires, mais l’habitude des inventaires pratiqués en Guyane, ainsi que plusieurs chasses dans la jungle thaïlandaise, m’avaient plus qu’aguerri en ce qui concerne les conditions climatiques difficiles.
Une autre contrariété a été que, peu de jours après mon arrivée, un gyrobroyeur a rasé toute la basse végétation des bas-côtés de la route, faisant ainsi disparaître, entre autres, quantité d’ombellifères.
Encore un mot sur la méthodologie : je me suis contraint, durant cette mission, à me conformer aux récentes recommandations du Bureau de l’ANEF et donc à ne pas capturer les bêtes que j’identifiais à vue sans risque d’erreur, ainsi qu’à relâcher les bêtes encore vivantes prises au piège une fois identifiées.
Cette façon de procéder comporte deux inconvénients.
Le premier, cela a été de m’obliger à faire de nombreux passages pour trouver un maximum d’insectes encore vivants.
L’autre inconvénient a été de ne pas savoir dans quelle mesure les insectes relâchés se montraient à nouveau les jours suivants. Un exemple : j’ai vu en tout 4 Agapanthia dahli. C’est une espèce qui se reconnaît au premier coup d’œil à la couleur rosée de certains de ses segments d’antenne, et je n’en n’ai donc capturé aucune. Ai-je vu quatre fois la même ? Ce n’était pas aux mêmes endroits, mais les longicornes sont de bons voiliers, ils se déplacent sur de longues distances.
Cette interrogation prend tout son sens lorsqu’on a affaire à des espèces comportant beaucoup plus d’individus, par exemple les Cetonia aurata, qui pullulaient. Là, il y a certitude mathématique que l’on voit souvent les mêmes, et les chiffres de l’inventaire sont donc faussés (et bien entendu il est impossible de savoir dans quelle proportion).
J’ai essayé de pallier cet inconvénient (que j’avais prévu) en marquant les bêtes relâchées, mais le stylo marqueur Uni-ball dont j’avais fait l’acquisition avant de partir, et qui fonctionnait très bien sur le papier, s’est refusé à laisser la moindre marque sur les élytres des coléoptères.
Il y a donc une réflexion et des expérimentations à mener : désire-t-on un inventaire avec des chiffres parfaitement exacts, ou inévitablement biaisé par la pratique du « minimum-kill » ? Existe-t-il un moyen de marquer les coléoptères de façon durable, de façon à ce qu’un séjour dans un piège à vin ou la pluie n’efface pas la marque ?
Passons maintenant à la synthèse des résultats : 103 espèces ont été détectées, appartenant à 22 familles, la famille la plus représentée étant les Cerambycidae (36 espèces). L’abondance rencontrée est certainement liée à l’absence de pollution chimique évoquée plus haut, et confirme l’intérêt de ce type de site.
Un gynandromorphe a été récolté, chose extrêmement rare chez les Coléoptères.
Le tableau complet des espèces est donné ci-après en III. Petite précision : le Cerambyx cerdo, espèce protégée par la loi (suite à des décisions paradoxales prises au niveau de l’Europe), a bien entendu été relâché.
II – QUELQUES PHOTOS
Certaines portions encadrant la route sont très abruptes, et inaccessibles : heureusement mon filet de chasse a un manche constitué de segments qui se vissent, je peux l’allonger raisonnablement. Le problème, à l’évidence, étant que plus il y a de segments, moins il devient maniable :
Voici le col lui-même, avec un sentier qui par contre était très praticable :
Ce couple de Dasytidae (Enicopus pilosus), que j’ai dissocié, est touchant ; il se tient « par la main » :
Ce couple de Cerambycidae (Anastrangalia sanguinolenta) est connu pour la coloration différente du mâle et de la femelle :
Cet Elateridae (Elater ferrugineus) est non seulement magnifique, mais encore assez rare :
Ce Staphylinidae (Velleius dilatatus) au thorax si particulier vit dans les nids de frelons. S’il n’était pas venu au piège à vin, je n’aurais pas été au courant de sa présence :
Enfin, que du bonheur avec ce gynandromorphe (Lachnaia pubescens), le tout premier que je capture ; il a la patte avant gauche d’un mâle, et la patte avant droite d’une femelle :
III - ESPECES DETECTEES
|
FAMILLE |
SOUS-FAMILLE OU TRIBU |
ESPECES |
NOMBRE D’INDIVIDUS |
|
Buprestidae |
Acmaeoderini |
Acmaeoderella adspersula |
2 |
|
|
|
Acmaeoderella flavofasciata |
7 |
|
|
Anthaxiini |
Anthaxia cichorii |
1 |
|
|
|
Anthaxia confusa |
1 |
|
|
|
Anthaxia fulgurans |
9 |
|
|
|
Anthaxia funerula |
7 |
|
|
|
Anthaxia hungarica |
21 |
|
|
|
Anthaxia nitidula |
2 |
|
|
|
Anthaxia quadripunctata |
12 |
|
|
|
Anthaxia suzannae |
1 |
|
Cantharidae |
|
Ancistronycha violacea |
8 |
|
Carabidae |
|
Abax parallelipipedus |
3 |
|
|
|
Carabus intricatus |
6 |
|
|
|
Pterostichus madidus |
5 |
|
Cerambycidae |
Agapanthini |
Agapanthia dahli |
4 |
|
|
Asemini |
Tetropium castaneum + var luridum |
5 1 |
|
|
Callidiini |
Phymatodes testaceus + var. subtestaceus |
7 1 |
|
|
|
Ropalopus femoratus |
1 |
|
|
Cerambycini |
Cerambyx cerdo |
1 |
|
|
Clytini |
Anaglyptus gibbosus |
2 |
|
|
|
Chlorophorus figuratus |
27 |
|
|
|
Chlorophorus varius |
2 |
|
|
|
Clytus arietis |
33 |
|
|
|
Clytus rhamni |
2 |
|
|
|
Clytus tropicus |
9 |
|
|
|
Plagionotus arcuatus |
1 |
|
|
Deilini |
Deilus fugax |
8 |
|
|
Lepturinae |
Alosterna tabacicolor |
>100 |
|
|
|
Anastrangalia sanguinolenta |
79 |
|
|
|
Pachytodes cerambyciformis |
11 |
|
|
|
Paracorymbia hybrida |
2 |
|
|
|
Paracorymbia maculicornis |
3 |
|
|
|
Rutpela maculata |
32 |
|
|
|
Stenocorus meridianus |
47 |
|
|
|
Stenurella bifasciata |
1 |
|
|
|
Stenurella melanura |
1 |
|
|
|
Stenurella nigra |
9 |
|
|
|
Stenurella senni |
1 |
|
|
|
Stictoleptura cordigera |
3 |
|
|
|
Vadonia unipunctata |
6 |
|
|
Mesosini |
Mesosa curculionoides |
6 |
|
|
Phytoeciini |
Phytoecia (Opsilia) coerulescens |
3 |
|
|
|
Phytoecia nigricornis |
1 |
|
|
Purpuricerini |
Purpuricenus globulicollis |
11 |
|
|
|
Purpuricenus kaehleri |
39 |
|
|
Rhagiini |
Dinoptera collaris |
53 |
|
|
|
Gaurotes virginea |
4 |
|
|
|
Rhagium inquisitor |
1 |
|
|
|
Rhagium sycophanta |
9 |
|
|
Stenopterini |
Stenopterus rufus +var geniculatus |
>100 1 |
|
Cetoniidae |
Cetoniinae |
Cetonia aurata |
>100 |
|
|
|
Oxythyrea funesta |
4 |
|
|
|
Protaetia cuprea olivacea |
12 |
|
|
|
Protaetia fieberi |
3 |
|
|
|
Protaetia morio |
71 |
|
|
|
Protaetia opaca |
4 |
|
|
|
Tropinota hirta |
14 |
|
|
Trichiinae |
Gnorimus nobilis |
19 |
|
|
|
Trichius fasciatus |
42 |
|
|
|
Trichius zonatus |
16 |
|
|
Valginae |
Valgus hemipterus |
3 |
|
Chrysomelidae |
|
Altica sp. |
8 |
|
|
|
Clytra laeviuscula |
5 |
|
|
|
Cryptocephalus bameuli |
1 |
|
|
|
Cryptocephalus sp. |
14 |
|
|
|
Lachnaia pubescens (dont 1 exemplaire gynandromorphe) |
4 |
|
|
|
Melasoma populi |
11 |
|
|
|
Timarcha tenebricosa |
1 |
|
Cleridae |
|
Trichodes alvearius |
81 |
|
|
|
Trichodes apiarius |
37 |
|
|
|
Trichodes leucopsideus |
33 |
|
Coccinellidae |
|
Coccinella septempunctata |
8 |
|
|
|
Exochomus quadripustulatus (forme floralis) |
1 |
|
Curculionidae |
|
Bothynoderes affinis |
1 |
|
|
|
Larinus (Phyllonomeus) centaurii |
1 |
|
|
|
Larinus planus |
3 |
|
|
|
Larinus sturnus |
1 |
|
|
|
Larinus vulpes |
1 |
|
|
|
Mogulones geographicus |
62 |
|
Dasytidae |
|
Divales quadrimaculatus |
14 |
|
|
|
Enicopus pilosus |
>100 |
|
Dermestidae |
|
Anthrenus pimpinellae |
18 |
|
|
|
Attagenus trifasciatus |
11 |
|
|
|
Orphilus sp. |
2 |
|
Elateridae |
|
Elater ferrugineus |
1 |
|
Lucanidae |
|
Lucanus cervus |
2 |
|
Malachiidae |
|
Clanoptilus arnaizi |
19 |
|
|
|
Clanoptilus elegans |
26 |
|
Meloidae |
|
Mylabris variabilis |
7 |
|
|
|
Mylabris quadripunctata |
3 |
|
Melolonthidae |
|
Amphimallon atra |
1 |
|
Mordellidae |
|
Mordella sp. |
>100 |
|
Mycteridae |
|
Mycterus curculioides |
3 |
|
Oedemeridae |
|
Chrysanthia viridissima |
>100 |
|
|
|
Nacerdes carniolica |
>100 |
|
|
|
Oedemera femorata |
14 |
|
|
|
Oedemera flavipes |
9 |
|
|
|
Oedemera podagrariae |
22 |
|
Rutelidae |
|
Hoplia argentea |
8 |
|
Staphylinidae |
|
Ocypus olens |
1 |
|
|
|
Velleius dilatatus |
1 |
|
Tenebrionidae |
|
Ctenopius sulphureus |
|
|
|
|
Stenomax foudrasi |
1 |